安乐死

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Changzai留言 | 贡献2024年8月15日 (四) 23:06的版本

1. 目的

处死动物是对动物福利的最终剥夺,对必须处死的动物应实施安死术。IACUC所制定的安乐死操作指南为实验动物管理者、动物实验操作者及相关人员提供依据。对批准实施安乐死的动物必须由训练有素、熟练掌握人员执行[1]

2. 适用范围

本操作规程适用于清华大学实验动物设施内所有动物的安乐死。

3. 安乐死

当实验动物处于以下情形时应执行安乐死,

a) 动物已经濒临死亡或者不能活动,或者给予温柔刺激后都没有反应;
b) 呼吸困难:典型的症状是口鼻流涎和(或)发绀;
c) 腹泻或小便失禁;
d) 体重减少了实验前体重的 20%;
e) 无力摄食或饮水;
f) 动物出现明显焦虑、烦躁不安或肿瘤重量超过了动物自身体重的10%,相当于25 g小鼠的皮下肿瘤最大直径不能超过20 mm,250 g大鼠不能超过25 mm及肿瘤发生破溃的情况都应安乐死实验动物;
g) 瘫痪、持续性癫痫或刻板行为等;
h) 动物皮肤损伤面积占全省30%以上,或出现感染化脓的情况;
i) 其他经兽医判定需要人道终点的情况;
j) 动物实验结束或动物繁育计划需要淘汰的动物。

3.1. 安乐死操作人员的训练

动物能否安详地死亡,操作人员也是关键的因素之一。

IACUC和AV应建立定期的操作人员培训计划,内容包括安乐死的目的、各种安乐死技术、动物抓取方法、评估及舒缓动物疼痛或恐惧的方法、死亡的确认等。必要时可以安排相互的讨论与心理辅导,以疏解操作人员可能的心理压力。

3.2. 安乐死地点

实施安乐死的动物因为窘迫的叫声、恐惧的行为等皆可引起其他动物的焦虑不安,从而会影响存活动物的身心平衡与福祉,干扰实验结果。因此。动物安乐死地点最好选择远离存活动物的非公共场所。

3.3. 安乐死设备

执行安乐死所用的药剂与器具,都由专人维护,随时保持最佳使用状态。依据动物品种、体重及数量,须先备好足量的药剂及器具。动物安乐死时被血液、粪尿、毛发等沾染的器具应及时消毒清洗干净,以免引起其他安乐死动物的焦虑。

3.4. 辅助安乐死方法

在动物安乐死前,首先要考虑解除动物的疼痛与窘迫,因此面对有神经质或难以驾驭的动物,先给予镇静剂或镇痛剂等药物,以减少动物的紧迫与恐惧,随后再执行安乐死。

3.5. 动物死亡确认

实施安乐死的人员需检查动物的心跳是否完全停止、瞳孔是否放大。停止呼吸的单一现象不能作为判断动物是否死亡的依据,因为动物往往先停止呼吸,数分钟后才停止心跳,在使用CO2进行安乐死时尤其明显。

3.6. 动物尸体处理

安乐死的动物使用专用的动物自封袋包装后贮存到-20 ℃冰柜中集中冷冻存放,由专业公司统一进行焚烧做无害化处理。 取材后的动物尸体应进行缝合,确保动物尸体尽量完整。

4. 安乐死的药剂及方法

选择动物安乐死的方法,取决于动物品种、大小、温顺度、对疼痛与窘迫的感受、保定方法、实验最终的组织采样方法等。适当的保定方法不仅可以降低动物的恐惧、焦虑及疼痛,并可保障操作人员的安全。

动物死亡的机制为:

(1)直接或间接的缺氧;
(2)直接使脑神经失去机能;
(3)物理性崩解脑组织活动并破坏脑神经。

4.1. 吸入性药剂

常用药剂如氟烷(halothane)、异氟烷(isoflurane)、安氟醚(enflurane)、七氟烷(sevoflurane)、乙醚等。多数吸入性药剂对人体有害,如乙醚具有易爆炸性、氟烷易伤害肝脏、氮气和CO容易导致人体缺氧,NO容易导致人成瘾等,因此必须在通风良好的场所执行。

因乙醚具有易燃易爆的性质,现已不建议使用。如研究人员选择使用乙醚进行动物的麻醉或安乐死,必须提出合理的科学需求及依据,IACUC进行评估,仅能在具备科学研究的必要性且确认没有其他替代方案时,再经IACUC核准后实施。操作过程需全程在通风橱内进行,操作后也必须将动物尸体放置于防爆冰柜内。

4.2. 二氧化碳(CO2)

空气中含有0.04%的CO2,比重较空气重,无色,无味。当吸入浓度大于7.5%,动物的疼痛阈值上升,愈高的浓度有愈快的麻醉效果,但也有研究显示动物快速暴露于高浓度CO2时部分动物会有窘迫表现。啮齿类动物在其原来饲养笼内吸入CO2安乐死时较少出现紧迫或焦虑。

  • 优点:
快速镇静、止痛、麻醉效果明确,操作简便,经济成本低。另外对啮齿类动物,不会改变其胆碱能(cholinergic marker)或皮质脂酮(corticosterone)等生理指标。
  • 缺点:
由于CO2比空气重,容器内未灌满时动物往往将头部抬高而难以迅速麻醉至死亡。新生啮齿类和水生动物对CO2耐受性非常高,两栖类和爬行类动物的呼吸频率低,往往无法吸入足量的CO2,需要非常长时间才能安乐死动物。以低于80%浓度诱导动物失去知觉时,可能产生呼吸道病灶,但是高浓度可能对部分动物造成窘迫。
  • 建议:
高压气瓶装CO2为唯一建议使用的设备,不推荐使用干冰或其他化学方式制造的CO2。动物在安乐死容器内不得过度拥挤,不得混入不同品种、品系的动物。
当动物呈现死亡状态后再持续灌注气体至少数分钟。将动物从安乐死容器取出前务必对动物的死亡进行最终确认,如动物未死亡,则立刻使用其他方法(如啮齿类使用脱臼)完成安乐死,使动物迅速失去意识。

4.3. 非吸入性药剂

多数为注射性药剂,能使动物迅速死亡,是非常可靠的动物安乐死方法。但须注意操作中要避免使动物遭受紧迫与恐惧,对操作人员要培训保定、注射等相关技术。注射药剂有多种给药方法,以静脉注射为最佳选择。药物注射前操作人员必须评估动物是否过度神经质或难以驾驭保定,必要时先给予镇静剂或止痛剂等药物,以便降低动物的紧迫或恐惧,并保障操作人员安全。如动物已进入垂死、休克或深度麻醉中,难以顺利进行静脉注射时,可采取心脏注射。若腹腔注射需使用较高剂量的药物。而且可能使动物延长死亡时间及死前挣扎,因此腹腔注射后,将动物移入小箱子或笼子内,置于安静无干扰的场所,以减轻兴奋程度或创伤的可能性。

4.3.1. 巴比妥盐及其衍生物(Barbiturates)

为动物安乐死的首选药物,抑制中枢神经反应,使动物失去知觉进入麻醉状态,过量的药剂使动物停止呼吸,接着心跳停止。该类药物如静脉注射,可以作为动物安乐死药剂,其中戊巴比妥钠(Pentobarbital Sodium)为最理想的动物安乐死药剂。

  • 优点:
效果迅速为最主要的优点,其效果依剂量、浓度、给药方式而有差异。此药剂平稳地诱导并麻醉动物,也使动物的不适反应降到最低程度。
  • 缺点:
为达到最佳效果,需给予静脉注射,因此操作人员须具备不同种动物的静脉注射给药技术。此药亦可能造成滥用,因此须按照毒麻药品管制使用。
  • 建议:
对犬、猫、兔、啮齿类小型动物,须静脉注射给药,当静脉注射对动物造成紧迫或危险时采用腹腔注射,心脏注射仅适用于深度麻醉或失去意识的动物。

4.3.2. 水合氯醛(chloral hydrate)

缓慢抑制大脑,逐步压迫呼吸中枢导致缺氧而使动物死亡,操作过程中可能会使动物喘息、肌肉痉挛、吠叫。 建议:有条件性的使用于大型动物安乐死,动物须先使用药物镇定后再静脉注射该药剂,由于副作用大,不建议使用于猫狗及其他小型哺乳动物。

4.4. 物理性方法

包括颈椎脱臼、断头、放血、电击等。在良好的技巧与适当的工具配合下,能够迅速使动物解除疼痛并死亡。但有些人抗拒并排斥此类方法。没有受过良好训练和经验的操作人员,若操作不当可能造成人员受伤,更可能使动物未完全死亡而导致极大的痛苦。有些物理方法如放血、电击、脑脊髓穿刺等,不建议作为动物安乐死的单一方法,应配合其他方法而共同使用。

4.4.1. 颈椎脱臼法

常用于啮齿类动物、仔兔及禽类。通过正确的训练技巧,操作人员可迅速将动物的颈椎与脊椎脱离,使动物死亡。对于小型啮齿类动物,利用拇指、食指压住头颈部,用另一只手抓住尾巴或后肢,迅速用力向后拉扯后驱,使颈椎脱离头颅。对于仔兔,一手抓头,另一手抓后肢,将身体迅速拉长,使颈椎脱离头颅。对于禽类,双手抓取脖子扭断。

  • 优点:
能使动物快速失去意识,无化学药剂污染身体组织,迅速执行完毕;
  • 缺点:
可能造成执行者的不愉快感,如操作技术不佳,恐无法使动物迅速死亡,而导致动物的极大痛苦。
  • 建议:
适合于禽类、小鸟、小鼠、体重200 g以下大鼠、体重低于1 kg的兔子,且由技术熟练的人员完成,执行前先给予镇定或麻醉,以减轻动物的窘迫。如需对体重较大的动物、或者未经镇定或麻醉直接采取颈椎脱臼安乐死时,则需由IACUC评估,仅能在具备科学研究的必要性并确认无其他替代方案时,再经IACUC审核通过后实施。

4.4.2. 断头

此方法用来执行小型啮齿类动物或仔兔的安乐死。采用此法可以提供研究人员无化学药剂污染的干净组织及体液,亦可提供完整的脑部组织供研究使用。断头后动物虽然呈现13-14秒的脑部活性,但是研究显示此时已无疼痛反应的传递,动物迅速失去意识。有商品化的断头台(Guillotine)可提供大鼠与仔兔的断头。

  • 优点:
能使动物快速失去意识,无化学药剂污染身体组织。
  • 缺点:
抓取及保定动物至断头台前可能导致动物紧迫,动物断头后存留的脑部活性尚无法确定,实施此法易造成人员的不适,亦有危险性,因此需对操作人员进行全面的培训。
  • 建议:
使用本方法进行动物安乐死时,须具备科学研究的必要性,并经机构的IACUC审查后执行。需注意随时保持断头刀刃的锋利,并在每次使用后彻底清洗残留的血渍和气味。

4.4.3. 放血

已经失去意识或击昏后的动物,再配合放血方法,可确保动物的死亡。由于大量失血时动物会呈现焦虑,因此放血不得作为安乐死的单一方法。如因研究所需采取动物血液,则必须先击昏或麻醉动物后执行,并避免不完整放血,以免动物苏醒。

5. 参考文献

  1. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition,https://olaw.nih.gov/avma-guidelines-2020.htm